一、PCR反應組分

1.模板DNA：

來源比較廣，用于復制的PCR模板可以是任何DNA來源，如基因組DNA（gDNA）、互補DNA（cDNA）和質粒DNA。不過，DNA的組成或復雜度會影響PCR擴增的最佳起始量。例如，在起始量為50μL 的PCR中，只需0.1–1 ng質粒DNA，而gDNA則需要5–50ng。最佳模板起始量還取決于所使用的 DNA 聚合酶類型；經過改造 的DNA聚合酶對模板的親和力更強，靈敏度更高，所需的DNA起始量更少。對DNA起始量的優化很重要，因為起始量過高會增加發生非特異性擴增的風險，而起始量過低會降低得率。

有時候，PCR實驗方案會使用拷貝數表示DNA起始量，特別是gDNA。拷貝數的計算取決于分子的數量，即DNA起始摩爾量。用Avogadro常數（L）和摩爾質量計算拷貝數，公式如下：

拷貝數=L×摩爾數=L×（總質量/摩爾質量）

特定DNA鏈的摩爾質量取決于其大小或總堿基數（即其長度和單鏈或雙鏈特性的組合）。

理論上，單拷貝DNA或單個細胞在理想條件下足夠用于PCR擴增。但在實際情況中，特定模板量的擴增效率很大程度上取決于反應組分和反應參數，以及DNA聚合酶的靈敏度。

除了gDNA、cDNA和質粒DNA，可通過再次擴增PCR產物，得到更高的目標DNA得率。盡管未純化的PCR產物可以直接再次用作模板，但是引物、dNTP、鹽和副產物等遺留反應成分會對擴增造成不利影響。為了避免這種抑制作用，通常建議在下一輪PCR前用水稀釋反應。如需獲取最佳結果，應在再次擴增前將PCR擴增子進行純化。

模板DNA的量與純化程度，是PCR成敗與否的關鍵環節之一，傳統的DNA純化方法通常采用SDS和蛋白酶K來消化處理標本。SDS的主要功能是：溶解細胞膜上的脂類與蛋白質，因而溶解膜蛋白而破壞細胞膜，并解離細胞中的核蛋白，SDS 還能與蛋白質結合而沉淀；蛋白酶K能水解消化蛋白質，特別是與DNA結合的組蛋白，再用有機溶劑酚與氯仿抽提掉蛋白質和其它細胞組分，用乙醇或異丙醇沉淀核酸。提取的核酸即可作為模板用于PCR反應。一般臨床檢測標本，可采用快速簡便的方法溶解細胞，裂解病原體，消化除去染色體的蛋白質使靶基因游離，直接用于PCR擴增。RNA模板提取一般采用異硫氰酸胍或蛋白酶K法，要防止RNase降解RNA。

2.脫氧核苷三磷酸（dNTP）：

四種dNTP（dATP、dCTP、dGTP和dTTP）是PCR原料，其比例和濃度與PCR密切相關。dNTP粉呈顆粒狀，如保存不當易變性失去生物學活性。dNTP溶液呈酸性，使用時應用1M NaOH或1M Tris配成高濃度后，HCI的緩沖液將其pH調節到7.0～7.5，小量分裝，-20℃冰凍保存。多次凍融會使dNTP降解。在PCR反應中，dNTP應為50～200 μmol/L，尤其是注意4種dNTP的濃度要相等(等摩爾配制)，如其中任何一種濃度不同于其它幾種時(偏高或偏低)，就會引起錯配。濃度過低又會降低PCR產物的產量。但是，在某些情況下，如通過PCR方法進行隨機突變，偶爾也會使用濃度不等的dNTP，以促進非校正DNA聚合酶產生更多的錯誤堿基插入。

dNTP儲存液：dNTP溶于pH為7.0的NaOH貯存液中，最初的貯存液可稀釋到10mol/L，分裝后存放在-20℃冰箱中。dNTP使用濃度在20～200μmol/L之間。4種dNTP必須等濃度配合以減少錯配誤差。

dNTP使用濃度：在PCR反應中，使用低dNTP濃度，可減少非靶位置啟動和延伸時的核苷酸錯誤摻入。在常見的PCR應用中，各種dNTP的常用終濃度通常為0.2mM。一般可根據靶序列的長度和組成來決定最低dNTP濃度。例如在100μl的反應體系中，4種dNTP的濃度為20 μmol/L，可基本滿足合成2.6μgDNA或10pmol/L的400bp序列。使用低dNTP濃度(每種dNTP濃度為2μmol/L)，能夠高度靈敏地(1/107)擴增ras基因點突變的等位基因。

有時，使用高濃度dNTP也可能也是有益的，特別是在存在高濃度 Mg2+的情況下，因為Mg2+可與dNTP結合，減少可被引入的dNTP量。但同時，當dNTP超過最佳濃度時，會抑制PCR反應。為使DNA聚合酶完成有效擴增，反應中的游離dNTP濃度不得超過 0.010–0.015mM（其估計Km值）。當使用非校正DNA聚合酶時，可通過降低dNTP濃度（0.01–0.05 mM）和成比例減少 Mg2+來提高保真度。

3.Taq DNA聚合酶：

DNA聚合酶是PCR的重要組成部分，它們能夠從單鏈DNA模板合成新的互補鏈。所有DNA聚合酶都具有 5′→ 3′ 聚合酶活性，即摻入核苷酸并使引物從按5'至3’方向延伸。

早期的PCR，通常使用來源于大腸桿菌的DNA聚合酶I上的 Klenow片段 來生成新的子鏈。但是，這種大腸桿菌酶對熱敏感，易受到變性階段高溫度的破壞，從而無法繼續進行退火和延伸步驟。因此，需要在全程每個循環的退火步驟中重新補充酶。

熱穩定DNA聚合酶的發現是一項重大進步。它實現了長時間的反應穩定性，為PCR方法的改進提供了無限可能。1976年，從耐熱菌Thermus aquaticus中分離出來的Taq DNA 聚合酶是最有名的熱穩定DNA聚合酶之一 。1988年研究人員首次報道，證明TaqDNA聚合酶能夠在 75℃以上保持活性，從而無需手動加入新鮮的酶即可持續循環擴增，實現了工作流程自動化。此外，與大腸桿菌 DNA聚合酶相比，Taq DNA 聚合酶能夠獲得更長的PCR擴增子，并且具有更高的靈敏度、特異性和得率。也因此，Taq DNA 聚合酶被《科學》雜志評為1989年的“年度分子”。

盡管 Taq DNA聚合酶大大改善了PCR實驗方法，但也表現出一些缺點。例如，Taq DNA 聚合酶在90℃以上的DNA鏈變性溫度中相對不穩定。對于需要更高解離溫度的富含GC和/或具有強二級結構的DNA模板而言，這一問題尤為明顯。同時，Taq DNA 酶還缺乏校正活性，會在擴增期間引入錯誤核苷酸。對于克隆和測序而言，序列的準確性至關重要，所以不能存在含有錯配的PCR擴增子。此外，Taq DNA 聚合酶的易錯配特性使其通常無法穩定擴增長度大于5kb的片段。為克服這些缺點，性能更好的DNA聚合酶不斷被開發出來，使PCR在廣泛的生物學應用中發揮其強大的功能。

目前有兩種Taq DNA聚合酶供應， 一種是從棲熱水生桿菌中提純的天然酶，另一種為大腸菌合成的基因工程酶。催化--典型的PCR反應約需酶量2.5U（指總反應體積為100 ul時），濃度過高可引起非特異性擴增，濃度過低則合成產物量減少。

4.引物：

PCR引物是含有15-30個堿基的合成DNA寡核苷酸。能夠與模板DNA中目標區域的側翼序列結合（通過序列互補）。在PCR反應期間，DNA聚合酶從 3′端開始延伸引物。因此，引物結合位點必須是靶標附近所特有的，并且與起始DNA的其它部分序列具有最小的同源性，以確保目的片段的特異性擴增。

除了序列同源性，引物還必須考慮到其它相關問題，，以確保PCR擴增的特異性。首先，引物序列的熔解溫度（Tm）必須在 55–70℃之間，兩種引物的 Tm相差不超過 5℃。同樣重要的是，引物的序列不能具有互補性（特別是3’末端），若兩個引物互補會促進退火（即，引物二聚體），自我互補會導致自我配對（即，二級結構），或序列的直接重復會導致與模板目標區域產生不完全配對。引物的GC含量最好在40-60%之間，均勻的C和G分布能夠避免錯誤發生。同樣，為了盡量減少非特異性，引物3′端最多只能含有3個G或C堿基。另一方面，引物3′端含有1個C或G核苷酸有利于引物的錨定和延伸。

引物是PCR特異性反應的關鍵，PCR產物的特異性取決于引物與模板DNA互補的程度。理論上，只要知道任何一段模板DNA序列，就能按其設計互補的寡核苷酸鏈做引物，利用PCR就可將模板 DNA在體外大量擴增。

長序列引物（如，>50 nt）或堿基經修飾的引物通常需要進行 純化 ，以去除非全長產物和未結合的核苷酸。對于分子克隆和突變等應用，建議將引物進行純化，序列和長度的完整性對于實驗的成功至關重要。

為PCR克隆設計引物時，可在5'末端引入限制性酶切位點、重組序列和啟動子結合位點等延伸的非模板序列。這些延伸序列需進行精心設計，以盡量減小對PCR擴增和下游實驗應用的影響。

在配制PCR反應體系時，引物加入量應在0.1–1μM范圍內。對于含有簡并堿基或用于長片段PCR擴增的引物，常用的引物濃度為0.3–1μM 。通常，建議先使用標準濃度，然后根據需要再進行調整。引物濃度過高容易產生錯配和非特異性擴增。而引物濃度過低可能會導致目的片段的少量擴增或無擴增。

5.鎂離子（Mg2+）：

鎂離子（Mg2+）作為DNA聚合酶活性的輔助因子，有助于聚合期間dNTP的結合。酶活性位點處的鎂離子可催化引物的3′-OH與dNTP的磷酸基團間形成磷酸二酯鍵。此外，Mg2+  能夠穩定磷酸鹽骨架上的負電荷，從而促進引物與DNA模板形成復合物。

通常情況下，Mg2+ 以MgCl2 的形式提供。但是，因硫酸鹽在某些情況下有助于確保更穩定和可重現的性能，諸如 Pfu DNA聚合酶等一些聚合酶首選MgSO4。由于鎂離子能夠與dNTP、引物、DNA模板和EDTA（如果存在）結合，因此，通常需要對鎂離子濃度進行優化，以盡量提高PCR得率，并保持其擴增特異性。

在PCR中，標準的 Mg2+ 終濃度范圍為1–4mM，建議優化滴定增量為0.5mM。Mg2+ 濃度過低會降低Taq DNA聚合酶活性，導致PCR產物較少或無PCR產物。另一方面，Mg2+ 濃度過高則會提高引物-模板復合物的穩定性，反應特異性降低，產生非特異性PCR產物，并增加由dNTP錯誤插入導致的復制錯誤。

6.緩沖液：

用于維持DNA聚合酶的活性和穩定性。緩沖液pH通常為8.0-9.5，一般使用Tris-HCl來調節。

對于 Taq DNA 聚合酶，緩沖液的一個常見成分是來自KCl的鉀離子（K+)，其可促進引物的吸附。有時，也可使用硫酸銨(NH4)2SO4 代替KCl。銨離子(NH4+) 具有去穩定作用，尤其對于錯配引物-模板復合物堿基對之間的弱氫鍵，因此可增強反應特異性。

鉀離子和鎂離子 (K+和 Mg2+) 能夠與DNA骨架上的磷酸基團 (P–) 結合并穩定雙鏈形成，而銨離子 (NH4+) 能夠與堿基（N）之間的氫鍵相互作用并破壞雙鏈形成。

由于 Mg2+ 與K+具有相似的穩定效應，因此，當使用KCl緩沖液時，MgCl2 的建議濃度通常較低(1.5 ± 0.25 mM) ，當使用(NH4)2SO4 緩沖液時，MgCl2的建議濃度通常較高 (2.0 ± 0.5 mM)。由于NH4+ 與Mg2+具有拮抗效應，因此，在各種 Mg2+ 濃度下，含有(NH4)2SO4 的緩沖液都表現出更高的引物特異性。由于最佳的PCR緩沖液取決于所使用的DNA聚合酶類型，所以有必要遵循酶供應商的提供的緩沖液建議。

在某些情況下，可在緩沖液中加入化學添加劑或輔助溶劑，通過減少錯配來提高擴增特異性，并通過去除二級結構來提高擴增效率。此外，一些DNA聚合酶還隨附提供了專為DNA聚合酶和PCR緩沖液優化的特殊增強劑。這些試劑常用于困難樣品，如富含GC的模板。應注意，使用化學添加劑或輔助溶劑會影響引物退火、模板變性、 Mg2+ 結合以及酶活性。同時，它們還會干擾某些下游應用——例如，基因芯片實驗中的非離子去污劑。因此，為了成功進行PCR擴增和下游實驗應用，應慎重考慮緩沖液組成成分。

7.熱循環儀:

熱循環儀是一種能夠為PCR反應自動完成溫度循環和孵育的儀器。在引入熱循環儀之前，PCR反應是一個費時費力的過程，需在不同溫度的水浴之間轉移樣品，并為每個步驟需要精確定時。熱循環儀和 Taq DNA 聚合酶的發現，讓PCR的自動化成為現實。第一款自動化PCR熱循環儀是在1985年由PerkinElmer和Cetus以合資方式引入市場的。

二、PCR反應條件

1.變性溫度與時間

模板變性溫度是決定PCR反應中雙鏈DNA解鏈的溫度，達不到變性溫度就不會產生單鏈DNA模板，PCR也就不會啟動。變性溫度低則變性不完全，DNA雙鏈會很快復性，因而減少產量。變性溫度太高，又會影響酶的活性，一般情況下可設為94℃ 20-30秒，高溫時間應盡量縮短，以保持耐熱DNA聚合酶的活力，最高變性溫度不宜超過95℃。

2.退火溫度與實踐

退火溫度決定PCR特異性與產量。溫度高特異性強，但過高則引物不能與模板牢固結合，DNA擴增效率下降；溫度低產量高，但過低可造成引物與模板錯配，非特異性產物增加。合適的退火溫度一般在45-68℃之間。設置特定反應的最適退火溫度，可根據引物的（G+C）%含量進行推測，一般實驗中退火溫度比擴增引物的熔解溫度Tm低5℃，退火時間一般為30-60秒，足以使引物與模板之間結合，沒有必要長時間退火。

3.延伸溫度與時間

PCR反應的延伸溫度一般選擇在70-75℃之間，延伸時間根據所有聚合酶擴增速度和擴增片段大小設定。如同樣擴增2kb片段，若使用Taq酶只需要1分鐘，使用Pfu酶則應設定2分鐘以上。延伸時間過長會導致非特異性擴增帶的出現。時間太短則可能得不到擴增產物或得到一些短的非特異性片段。

4.循環次數

可根據模板DNA的量，擴增片段的大小和擴增產物的下步應用等因素，設定30-40個循環。循環次數太少，擴增量不足，如果循環次數太多，錯配幾率會增加，非特異性背景嚴重。所以，在保證產物得率的前提下，應盡量減少循環次數。